一、麻醉学基础

1.麻醉药对发育期大脑神经毒性的研究进展

全球范围内每年都有成千上万的儿童需要在全身麻醉下进行择期手术，全身麻醉药对神经功能的潜在影响是一个严重的公共卫生问题，因此需要引起大家的重视。大量动物研究表明，发育中的大脑在接受全身麻醉情况下可能会产生神经毒性，从而导致各种神经结构和功能异常，并在以后的生活中出现认知和行为障碍。然而，目前尚不清楚这些发现是否会出现在神经发育中的儿童，以及儿童接受麻醉是否会产生远期的神经发育风险。本文主要针对全身麻醉药对大脑发育的影响，相关机制及干预措施等方面的研究新进展进行阐述。

一、全身麻醉药对大脑发育的影响

全身麻醉对儿童神经发育的影响越来越引起人们的关注，但麻醉药对人体的长期影响尚不清楚。临床前动物研究观察到麻醉暴露与中枢神经系统发育异常有关，如Wu等研究发现暴露于吸入麻醉药后，大脑认知功能发生了改变。此外，麻醉药可导致特定人群的脑功能发生长期变化。麻醉药暴露的大脑发育阶段和暴露程度（暴露的频率和麻醉药的累积剂量）是决定麻醉药神经毒性的两个重要因素。

（一）发生麻醉暴露的大脑发育阶段

从动物模型中可以明显看出，麻醉诱导的神经细胞凋亡或突触发育不良发生在突触形成阶段。因此，神经毒性的局部差异可能与突触形成过程中大脑区域不同及突触形成的阶段不同有关。

某些大脑区域（例如海马、齿状回和脑室下区域）在整个生命过程中都会有突触形成。在海马中，这种突触形成过程被认为对学习和记忆很重要。在一项动物研究中，每天将年轻的啮齿动物反复暴露在异氟烷中35min，持续4d，暴露在年轻的啮齿动物中，这导致了动物记忆力减退，事实证明，随着动物的成长，这种记忆力减退会更加明显。但是，成年啮齿动物在类似的暴露下没有表现出这种损害。

（二）麻醉药暴露的剂量

最近的研究表明，当啮齿动物长时间吸入高浓度的七氟烷时，七氟烷显著影响神经细胞和认知功能。麻醉药可引起发育性神经元损伤，突触形成障碍，突触形成中断和神经元凋亡，可能具有暂时或长期的认知和行为效应。研究表明，在发育中的大鼠，在出生后第7天（postnatal day 7，PND7）暴露于3%的七氟烷6h比2%的七氟烷6h引起更严重的神经元损伤。不同年龄的幼鼠暴露于不同浓度的七氟烷中，均导致成年期认知障碍。一项关于非人灵长类动物的研究表明，暴露于异氟烷3h足以在发育中的灵长类动物大脑中引起广泛的神经毒性。

（三）麻醉药暴露的频率和时间

在人类和动物的暴露时间少于1h的研究中，阳性结果与阴性结果的比率在40%至50%之间。阳性结果是至少一项异常（甚至是短暂的）。超过3h的暴露时间，阳性结果与阴性结果的比率超过80%。与这些发现相一致，近期许多研究（包括仅一项随机对照试验）并未证明在幼儿期进行一次短暂暴露和没有进行一次短暂暴露的儿童之间没有明显差异。Sun等发现多次麻醉与儿童以后的学习障碍有关。这可能与累计的暴露剂量或儿童被实际麻醉的次数有关。

二、麻醉药神经毒性的分子机制

（一）N-甲基-D-天冬氨酸（N-methyl-D-aspartate，NMDA）受体

NMDA受体调节中枢神经系统中的兴奋性神经递质，并在突触可塑性和记忆形成中起重要作用。氯胺酮作为NMDA受体的拮抗剂，可以诱导NMDA受体亚基的表达，增加谷氨酸水平，并引起兴奋性毒性。NMDA受体拮抗剂可以通过抑制磷脂酰肌醇3-激酶（phosphoinositide 3-kinase，PI₃K）/蛋白激酶B（protein kinase B，PKB）和细胞外信号调节激酶信号通路来诱导神经元凋亡，而NMDA受体的激活可以逆转这种作用。NMDA受体抑制是发育麻醉药诱导的神经元凋亡的可能机制之一。

（二）γ-氨基丁酸（gamma-aminobutyric acid，GABA）受体

GABA受体是一个氯离子通道，是中枢神经系统中的抑制性神经递质受体。该受体是多种全身麻醉药相互作用的结合位点。GABA受体介导的兴奋对于大脑发育以及形成正确的回路至关重要。异氟烷会引起GABA依赖性去极化，这可能导致钙离子大量涌入导致兴奋性毒性。当异氟烷与GABA受体或钙通道阻滞剂同时给药时，活性胱天蛋白酶-3（caspase-3）mRNA的水平降低，其拮抗剂改善了七氟烷诱导的细胞凋亡。由于许多麻醉药作用于GABA受体，因此GABA可能在大脑发育中起关键作用，其受体可能是麻醉神经毒性的重要靶标。

（三）凋亡途径

麻醉药的一种可能的神经毒性机制是细胞凋亡，它已在许多试验中得到了广泛研究。凋亡，也称为程序性细胞死亡，是生物界的一种基本现象。它是生物发展，更新和维持内部环境稳定的重要机制。细胞凋亡也是细胞对各种压力的反应，例如低氧，活性氧，细胞内钙超载，病毒感染，暴露于辐射以及各种毒素下。内源性凋亡途径也称为线粒体途径，B淋巴细胞瘤-2基因（B-cell lymphoma-2，Bcl-2）家族成员在该途径中起重要作用。Bcl-2是主要的抗凋亡因子，而Bcl-2关联X蛋白（Bcl2-associated X protein，Bax）是促凋亡因子。全身麻醉可以促进动力相关蛋白1（dynamin-related protein 1，Drp1）的表达，引起线粒体动力学变化，并增加线粒体分裂。内源性凋亡途径通过Bax在线粒体中形成可渗透的膜孔，从而促进细胞色素c的释放并引起胱天蛋白酶-9的活化。活化的胱天蛋白酶-9激活下游分子胱天蛋白酶-3、胱天蛋白酶-6和胱天蛋白酶-7，并最终导致细胞凋亡。缺氧诱导因子1α（hypoxia-inducible factor 1-Alpha，HIF-1α）可以调节胱天蛋白酶-3的转录，从而诱导神经细胞凋亡。LRCF是一种与认知功能有关的长链非编码RNA（lncRNA），高LRCF表达是丙泊酚通过上调HIF-1α/胱天蛋白酶-3途径促进凋亡的内源性原因。

（四）钙离子失调

细胞内钙离子浓度的调节对于细胞的功能和存活是必不可少的。钙离子是非常重要的细胞信号分子，是神经元凋亡的关键传递者，它在维持和稳定细胞骨架成分和突触中起作用。突触的形成以及神经突触的活性，对麻醉药非常敏感。内质网是细胞内钙储存的主要部位。七氟烷可以激活三磷酸肌醇受体以诱导内质网中钙的释放。全身麻醉药可以增加电压依赖性钙通道，增加钙内流和内质网应激，从而诱导神经元凋亡。

（五）炎症因子的过度表达

全身麻醉药可以增加脑组织中促炎性细胞因子的水平。神经炎症可能是几种神经系统疾病的标志物，并在这些疾病中起关键作用。研究表明，炎症在麻醉药引起的神经变性和功能障碍中起着重要作用。神经炎症可以增加炎症因子如TNF-α和IL-6的表达，导致神经胶质细胞源性神经营养因子水平降低，减少海马神经发生并诱导认知障碍。很少有研究表明炎症与麻醉药之间的关系。此外，年轻小鼠反复接触数种戊烷可能会引起海马中Tau蛋白的磷酸化，增加白介素-6的水平，降低海马中突触后致密区95（PSD-95）的水平，并导致年轻小鼠的认知功能障碍。需要对麻醉药神经毒性的机制进行其他研究，以找到更好的干预措施来治疗由全身麻醉药引起的神经毒性。

（六）线粒体功能障碍和氧化应激

线粒体功能障碍和氧化应激也会促进麻醉药诱导的神经毒性。麻醉药通过GABA受体作用，激活并增加细胞内钙离子，干扰线粒体膜电位，并最终导致细胞死亡。对麻醉剂，如丙泊酚，异氟烷，七氟烷等的研究发现其会增加活体内活性氧（reactive oxygen species，ROS），因此，应该避免高氧通气，或者可以在使用抗氧化剂的条件下进行麻醉，以防止麻醉药诱导的神经毒性。麻醉预处理已经假定，能够减少脑和心脏由于氧化应激和线粒体功能障碍而产生的毒性ROS和随后的抗氧化基因表达的影响。线粒体损伤和氧自由基增加是全身麻醉药神经毒性的重要因素。因此，保护线粒体功能和结构的完整性，清除氧自由基并防止脂质过氧化是大脑中全身麻醉药神经毒性的潜在治疗策略。

（七）microRNA的变化

丙泊酚被证明可以改变长的非编码RNA、mRNA及其信号网络的特征，从而为麻醉药引起的发育性神经变性和预防神经毒性的分子机制提供基础。出生后60d，丙泊酚暴露导致小鼠海马中49 mRNA和4 microRNA的异常表达。具体而言，生物信息学分析显示，在失调的RNA和microRNA中，有两个失调的microRNA靶向对（Fam46a/microRNA-363-3p和Rgs3/microRNA-363-3p），这可能与丙泊酚的长期作用有关。总体而言，这项研究表明急性和长期失调的microRNA-mRNA信号网络参与了丙泊酚诱导的发育神经毒性。

三、麻醉药神经毒性的治疗策略

近年来，许多研究提示了全身麻醉药诱导的神经毒性的潜在保护措施，主要是通过改变麻醉药诱导的神经元凋亡。许多药物如褪黑素、右美托咪定、氙气、姜黄素、促红细胞生成素、EUK-134、蛋白酪氨酸磷酸酶和抑制剂等可以减弱麻醉药介导的神经毒性。

（一）抗氧化剂

抗氧化剂可改善麻醉药介导的神经毒性。该机制可能与自由基产生的减少和氧化应激的减少有关。如姜黄素可以进入中枢神经系统，具有潜在的抗凋亡、抗炎以及抗氧化应激作用，并且对线粒体功能具有保护作用。研究发现姜黄素可以减少神经元中凋亡性炎症因子的产生和氧化应激。黄酮类化合物芦丁可以有效降低神经毒性和神经认知损害作用。在暴露于异氟烷、地氟烷和七氟烷的大鼠中，维生素C还可以显著减少麻醉引起的神经元凋亡和神经认知损害。此外，调节TNF-α可以有效预防丙泊酚和氯胺酮引起的神经元凋亡和长期神经认知损害。

（二）右美托咪定

右美托咪定是近年来被广泛用于临床麻醉的新型α₂肾上腺素受体激动剂。它具有催眠、镇静、抗焦虑和镇痛作用。它已被广泛用于临床术前药物治疗，围手术期镇静，全静脉麻醉和预防术后躁动。右美托咪定可以缓解异氟烷引起的神经毒性和认知障碍，后续研究证实低中剂量右美托咪定可以减少麻醉药诱导的神经元凋亡，但高剂量的右美托咪定可以引起感觉皮质和丘脑的神经元凋亡。一项研究显示，1μg/kg右美托咪定联合1.1%的七氟烷不会增加麻醉药对新生大鼠（PND7）的神经毒性，而高于5μg/kg的剂量会增加七氟烷的神经毒性。另一项研究发现1μg/kg右美托咪定提供了显著的神经保护作用，而5μg/kg或更高剂量会增加七氟烷的吸入后死亡率。此外，右美托咪定通过调节自噬和Drp1 BAX信号转导来保护发育中的大鼠大脑免受七氟烷诱导的神经毒性损害。在急性缺血和创伤性神经损伤后，右美托咪定的神经保护作用已得到证实，并且可能对新生儿和儿科人群具有神经保护作用。右美托咪定目前被认为是具有潜在神经保护作用的镇静剂，但大剂量右美托咪定引起的不良反应和神经毒性仍需进一步研究。

四、展望

目前有关麻醉药神经毒性的动物和人类文献尚无定论，也不足以对婴儿或新生儿使用它们的安全性提出明确建议。需要进一步研究以清楚地确定麻醉药和麻醉技术的类型，年龄阈值和暴露持续时间，这些对于易受伤害的患者人群要明确地确定为安全的。所以仍需要有意义的临床试验和大规模的多中心临床研究，以进一步阐明麻醉药对人类的影响，尤其是对儿童的认知和学习能力的影响。

（付鹃　王晓丽　徐桂萍）

参考文献

［1］GART MS，SURESH S，JOSHUA A.Anesthetic neurotoxicity in congenital hand surgery：an overview of the evidence and advice for counseling parents［J］.J Hand Surg Am，2017，42（7）：564-568.

［2］WU Z，ZHANG Y，ZHANG YN，et al.Sirtuin 2 inhibition attenuates sevoflurane-induced learning and memory deficits in developing rats via modulating microglial activation［J］.Cell Mol Neurobiol，2020，40（3）：437-446.

［3］PENG S，YAN HZ，LIU PR，et al.Phosphodiesterase 4 inhibitor roflumilast protects rat hippocampal neurons from sevoflurane induced injury via modulation of MEK/ERK signaling pathway［J］.Cell Physiol Biochem，2018，45（6）：2329-2337.

［4］CHEN X，ZHO X，YANG L，et al.Neonatal exposure to low-dose（1.2%）sevoflurane increases rats’hippocampal neurogenesis and synaptic plasticity in later life［J］.Neurotoxicity research，2018，34（2）：188-197.

［5］XU J，MATHENA R P，XU M，et al.Early developmental exposure to general anesthetic agents in primary neuron culture disrupts synapse formation via actions on the mTOR pathway［J］.Int J Mol Sci，2018，19（8）：2183.

［6］ZHOU B，CHEN L，LIAO P，et al.Astroglial dysfunctions drive aberrant synaptogenesis and social behavioral deficits in mice with neonatal exposure to lengthy general anesthesia［J］.PLos Biol，2019，17（8），e3000086.

［7］LIU A，LI Y，TAN T，et al.Early exposure to sevoflurane inhibits Ca2+channels activity in hippocampal CA1 pyramidal neurons of developing rats［J］.Brain research，2014，1557：1-11.

［8］NOGUCHI K K，JOHNSON S A，DISSEN G A，et al.Isoflurane exposure for three hours triggers apoptotic cell death in neonatal macaque brain［J］.British journal of anaesthesia，2017，119（3）：524-531.

［9］LIN E P，LEE J R，LEE C S，et al.Do anesthetics harm the developing human brain？An integrative analysis of animal and human studies［J］.Neurotoxicol Teratol，2017，60：117-28.

［10］SUN LS，LI G，MILLER T L，et al.Association between a single general anesthesia exposure before age 36 months and neurocognitive outcomes in later childhood［J］.JAMA，2016，315：2312-2320.

［11］JIANG S，LI X，JIN W，et al.Ketamine-induced neurotoxicity blocked by N-Methyl-D-aspartate is mediated through activation of PKC/ERK pathway in developing hippocampal neurons［J］.Neuroscience Letters，2018，673：122-131.

［12］BARBARA，SINNER，JULIA，et al.The positive allosteric modulation of GABAA receptors mRNA in immature hippocampal rat neurons by midazolam affects receptor expression and induces apoptosis［J］.The International journal of neuroscience，2019，129（10）：986-994.

［13］QIU J，SHI P，MAO W，et al.Effect of apoptosis in neural stem cells treated with sevoflurane［J］.BMC anesthesiology，2015，15（1）：25.

［14］WU Z，ZHANG Y，ZHANG Y，et al.Sirtuin 2 Inhibition attenuates sevoflurane-induced learning and memory deficits in developing rats via modulating microglial activation［J］.Cell mol neurobiol，2020，40（3）：437-446.

［15］ZENG Z，YAO J，ZHONG J，et al.The Role of the lncRNA-LRCF in propofol-induced oligodendrocyte damage in neonatal mouse［J］.Neurochemical Research，2021，46（4）：778-791.

［16］ZHU X，YAO Y，GUO M，et al.Sevoflurane increases intracellular calcium to induce mitochondrial injury and neuroapoptosis［J］.Toxicology Letters，2021，336：11-20.

［17］QI Y，CHEN L，SHAN S，et al.Vitexin improves neuron apoptosis and memory impairment induced by isoflurane via regulation of miR-409 expression［J］.Advances in Clinical and Experimental Medicine，2020，29（1）：135-145.

［18］TAO G，ZHANG J，ZHANG L，et al.Sevoflurane induces tau phosphorylation and glycogen synthase kinase 3beta activation in young mice［J］.Anesthesiology，2014，121（3）：510-527.

［19］PIAO M，WANG Y，LIU N，et al.Sevoflurane exposure induces neuronal cell parthanatos initiated by dna damage in the developing brain via an increase of intracellular reactive oxygen species［J］.Frontiers in Cellular Neuroscience，2020，14：583782.

［20］SHEN T，Y SHANG，WU Q L，et al.The protective effect of trilobatin against isoflurane-induced neurotoxicity in mouse hippocampal neuronal HT₂₂cells involves the Nrf₂/ARE pathway［J］.Toxicology，2020，442：152537.

［21］LOGAN S，JIANG C，YAN Y，et al.Propofol alters long non-coding RNA profiles in the neonatal mouse hippocampus：Implication of novel mechanisms in anestheticinduced developmental neurotoxicity［J］.Cellular physiology and biochemistry，2018，49（6）：2496-2510.

［22］JIANG C，LOGAN S，YAN Y，et al.Signaling network between the dysregulated expression of microRNAs and mRNAs in propofol-induced developmental neurotoxicity in mice［J］.Scientific reports，2018，8（1），14172.

［23］MAN Y G，ZHOU R G，Zhao B.Efficacy of rutin in inhibiting neuronal apoptosis and cognitive disturbances in sevoflurane or propofol exposed neonatal mice［J］.International journal of clinical and experimental medicine，2015，8（8）：14397-14409.

［24］CHEN B，DENG X，WANG B，et al.Etanercept，an inhibitor of TNF-a，prevents propofol-induced neurotoxicity in the developing brain［J］.International journal of developmental neuroscience，2016，55：91-100.

［25］ZHENG X，ZHOU J，XIA Y.The role of TNF-alpha in regulating ketamine-induced hippocampal neurotoxicity［J］.Archives of medical science：AMS，2015，11（6）：1296-1302.

［26］LI J，XIONG M，NADAVALURU P R，et al.Dexmedetomidine attenuates neurotoxicity induced by prenatal propofol exposure［J］.Journal of neurosurgical anesthesiology，2016，28（1）：51-64.

［27］PANCARO C，SEGAL B S，SIKES R W，et al.Dexmedetomidine and ketamine show distinct patterns of cell degeneration and apoptosis in the developing rat neonatal brain［J］.The journal of maternal-fetal ＆ neonatal medicine，2016，29（23）：3827-3833.

［28］PEREZ-ZOGHBI J F，ZHU W，NEUDECKER V，et al.Neurotoxicity of sub-anesthetic doses of sevoflurane and dexmedetomidine co-administration in neonatal rats［J］.NeuroToxicology，2020，79：75-83.

［29］SHAN Y，SUN S，YANG F，et al.Dexmedetomidine protects the developing rat brain against the neurotoxicity wrought by sevoflurane：role of autophagy and drp1-bax signaling［J］.Drug design，development and therapy，2018，12：3617-3624.